导读:本文包含了海马细胞培养论文开题报告文献综述及选题提纲参考文献，主要关键词:海马神经元细胞,细胞培养,神经源性中药,复方中药制剂
海马细胞培养论文文献综述
郝雨蒙,冯玛莉[1]（2019）在《海马神经元细胞培养及神经源性中药保护作用的研究进展》一文中研究指出海马神经元细胞来源于哺乳动物大脑皮层的边缘部分-海马区,参与个体学习、记忆并与多种神经、精神系统疾病的发生密切相关,体外培养的海马神经元与在体海马神经元非常相似,具有多向形态发育;神经源性中药及其生物活性成分在体内和体外作用于多种信号通路而对神经系统产生保护作用日益引起关注。本文拟归纳、总结国内外新生大鼠海马神经元细胞的培养方法及对海马神经元具有显着的神经源性保护作用的中药,拟为研究神经、精神系统疾病提供理论支持。(本文来源于《世界最新医学信息文摘》期刊2019年20期）
方小霞,周易,孙高林,邱一华,彭聿平[2]（2018）在《TGF-β1对Aβ_(1-42)诱导海马神经元-小胶质细胞共培养体系中细胞因子表达和分泌的影响》一文中研究指出目的:探讨在海马神经元和小胶质细胞共培养体系中转化生长因子-β1(TGF-β1)对β淀粉样肽_(1-42)(Aβ_(1-42))诱导的小胶质细胞激活表达和分泌细胞因子的影响。方法:将大鼠海马神经元和小胶质细胞进行共同培养,于共同培养后第5日,加入TGF-β1(5 or 20 ng/ml),1 h后加入Aβ_(1-42)(5μmol/L),继续培养72 h后用于后续实验,Western blot法检测诱导型一氧化氮合酶(i NOS)的蛋白表达; Real-time PCR和ELISA法检测肿瘤坏死因子-α(TNF-α)、白介素-1β(IL-1β)和胰岛素样生长因子(IGF-1)的mRNA表达和分泌。结果:在共同培养的海马神经元与小胶质细胞体系中,Aβ_(1-42)诱导炎症因子i NOS、TNF-α和IL-1β的表达和/或分泌上调,神经营养因子IGF-1表达下调,TGF-β1预处理削弱上述Aβ_(1-42)的作用。结论:TGF-β1明显抑制Aβ_(1-42)诱导的小胶质细胞激活引起的炎性细胞因子的增加和神经营养因子的减少。(本文来源于《中国应用生理学杂志》期刊2018年05期）
胡玉婷,刘菲,刘静,陶欣荣[3]（2019）在《贴壁培养法鉴定海马神经干/祖细胞的增殖与分化能力》一文中研究指出背景:神经干/祖细胞广泛应用于神经发育、神经相关性疾病和细胞移植等研究,体外分离培养的神经干/祖细胞能够为相关研究提供细胞模型。目的:探讨分离新生小鼠海马组织并高效培养出神经干/祖细胞的方法,并使用贴壁培养法对其增殖以及分化能力进行鉴定。方法:分离新生C57BL/6小鼠海马组织,培养原代神经干/祖细胞并扩增,进行形态学观察;联合使用多聚赖氨酸和层粘连蛋白促进细胞贴附,进行贴壁培养;免疫荧光法检测特异性标志蛋白Nestin表达和增殖指标Ki-67的表达;使用神经干/祖细胞分化培养基诱导分化培养7 d后,免疫荧光法检测GFAP、DCX、Tuj1和S100β的表达。结果与结论:(1)培养的神经干/祖细胞约82%表达Nestin,约49%表达Ki-67;(2)诱导分化后,少数细胞为DCX阳性,大多数细胞为GFAP阳性。荧光双色染色后显示Tuj1和S100β表达的神经元和星形胶质细胞比例为1∶1.7;(3)结果显示,从新生C57BL/6小鼠海马组织中成功分离并高效培养出神经干/祖细胞,贴壁培养后有效地对其增殖和分化能力进行了鉴定,能够为进一步实验研究提供足够的细胞来源。(本文来源于《中国组织工程研究》期刊2019年09期）
戎萍,马融,任献青,杨常泉,张喜莲[4]（2018）在《中药复方对无镁诱导培养的发育期大鼠海马神经元细胞活力及其凋亡的影响》一文中研究指出目的:探讨中药复方对惊厥性海马神经元细胞活力及其凋亡的影响。方法:将无镁诱导的海马神经元放电模型分为对照组、无镁组、MK801组(仅用于细胞凋亡试验部分)、抗痫组、茸菖组、熄风组,给予相应处理后6 h、24 h、72h,比较海马神经元的细胞LDH浓度及其凋亡率。结果:(1)处理6 h、24 h、72 h后,3个不同浓度3个时间点无镁组LDH值与正常组相比均无统计学差异。处理6 h后15%抗痫组、15%熄风组LDH值较无镁组明显降低,统计学分析均有显着性差异(P<0.05);处理24 h后15%抗痫组、15%茸菖组、15%熄风组LDH值较无镁组明显降低,统计学分析均有显着性差异(P<0.05);处理72 h后10%抗痫组LDH值较无镁组降低,统计学分析有显着性差异(P<0.05)。(2)处理6 h、24 h、72 h后,无镁组细胞凋亡率明显高于对照组,统计学分析具有显着性差异(P<0.05)。药物干预组中MK801在叁个时点的细胞凋亡率均明显下降,均具有统计学差异(P<0.05);中药复方组的细胞凋亡率与无镁组相比均有不同程度的降低,但仅茸菖组在72 h与无镁组相比有统计学差异(P<0.05)。中药复方组在其他时点的细胞凋亡率与无镁组相比无统计学差异。结论:中药复方对惊厥性海马神经元的细胞活力具有一定的增强作用,可逆转无镁处理引起的细胞凋亡,具有保护神经细胞的作用。(本文来源于《辽宁中医杂志》期刊2018年08期）
刘莎,张玲燕,孙爽,崔鑫,施兵奇[5]（2018）在《人脐带间充质干细胞条件培养液对Aβ损伤原代海马神经元凋亡的影响》一文中研究指出目的探讨人脐带间充质干细胞条件培养液(human umbilical cord mesenchymal stem cells conditioned medium,h UCMSCs CM)对体外培养的Aβ(Amyloidβ,β-样淀粉蛋白)损伤海马神经元凋亡的影响。方法分离、培养人脐带间充质干细胞,第3~4代的细胞用于收集条件培养液;分离、培养大鼠海马神经元,培养7~8 d的神经元用于实验分为h UCMSCs CM对神经元细胞活力的影响:分为溶剂对照组、Aβ损伤组、Aβ+h UCMSCs CM低剂量组、Aβ+h UCMSCs CM中剂量组、Aβ+h UCMSCs CM高剂量组。通过MTT检测神经元活力;通过DAPI染色观察5组神经元凋亡情况;通过Western Blot分析神经元cyt-c蛋白水平。结果与溶剂对照组相比,Aβ可降低体外培养的原代海马神经元细胞活力,作用呈浓度、时间依赖性(P<0.05);与Aβ损伤组相比,h UCMSCs CM可对抗Aβ引起的细胞活力下降(P<0.05)。与溶剂对照组相比,Aβ(终浓度10μmol/L)处理12 h显着增加体外培养的原代海马神经元细胞凋亡;与Aβ损伤组相比,h UCMSCs CM可减少Aβ诱导的神经元凋亡,抑制Aβ引起的cyt-c释放,作用呈浓度依赖性(P<0.05)。结论人脐带间充质干细胞条件培养液可抑制Aβ引起的原代培养海马神经元凋亡,发挥神经保护作用,其机制可能与抑制cyt-c释放有关。(本文来源于《河北医药》期刊2018年06期）
王平,陈秀[6]（2018）在《胎鼠海马神经细胞无血清原代培养法及鉴定》一文中研究指出目的建立简便的胎鼠海马神经细胞无血清原代培养及纯化方法,为体外研究神经细胞相关模型做准备。方法取E18-19 d的SD孕鼠,分离出胎鼠海马,经机械吹打及0.125%胰酶消化后,台盼蓝计数,DMEM/F12+10%FBS接种于PDL包被的盖玻片上,第2天全量更换为Neurobasal Medium+2%B27,此后每3天1/3~1/2换液,每2天MTT测细胞相对生长率,第8天的细胞用β-ⅢTublin染色做神经细胞鉴定。结果胎鼠海马组织经过0.125%胰酶消化后,台盼蓝计数,可得到92%以上的活细胞。神经细胞体外生长良好。MTT结果显示,培养7~8 d的神经细胞长势最好,细胞核立体感强,轴突联接成网络,可以做神经细胞鉴定。结论此方法培养胎鼠海马神经细胞可以获得长势良好、细胞形态基本一致的、细胞纯度较高的神经细胞,可以作为体外研究神经细胞的良好模型。(本文来源于《临床合理用药杂志》期刊2018年04期）
孙文文[7]（2017）在《间歇低氧后常氧培养不同时间胎鼠海马神经元细胞HMGB1和NMDA表达变化》一文中研究指出背景与目的:阻塞性睡眠呼吸暂停(OSA)引起并发症可涉及多个系统,对于中枢神经系统(CNS)来说成人和儿童均引起认知功能障碍,包括嗜睡、注意力下降、记忆力减退、情绪和表达障碍。间歇低氧(IH)是OSA的重要病理生理特征之一,主要通过海马CA1区域神经元的凋亡引起认知功能障碍。CNS IH可引发活性氧簇过度产生,导致炎性物质大量产生致神经元凋亡和坏死并加重OSA相关认知功能障碍。因此本研究通过原代培养海马神经元5-7 d,并进行分组,经低氧暴露后测定不同分组炎症因子的表达水平,从而探讨神经炎症在间歇低氧引起的神经认知障碍中的作用。实验方法:采用孕16-18d SD孕鼠的胎鼠分离其海马神经元细胞,原代培养5-7天后,进行实验。首先进行细胞形态学观察,分别于不同时间采用倒置相差显微镜观察细胞形态,采集细胞形态图像;采用结构性微管相关蛋白-2(MAP-2)标记神经元胞体和树突,DAPI染核进行免疫荧光染色鉴定,在荧光显微镜下观察细胞、采集图像。挑选细胞长势良好、无污染的细胞,随机将细胞分为常氧对照组和间歇低氧组。采用天津医科大学总医院呼吸科仿真系统1.0设置低氧/再氧合循环模式,低氧混合气含1.5%O2、93.5%N2、5%CO2,正常氧混合气含21%O2、74%N2、5%CO2,暴露频率6次/h,暴露时间为4h。再根据暴露后继续常氧培养不同时间将间歇低氧组细胞分为2h组,4h组,6h组,8h组。间歇低氧暴露结束后提取对照组和间歇低氧组海马神经元细胞总mRNA,采用Real Time PCR测定两组细胞高迁移率族蛋白1(HMGB1)mRNA相对表达水平。待常氧培养结束后提取细胞总mRNA和细胞总蛋白水平,利用Real Time PCR和Western blot方法检测对照组和各培养组HMGB1和N-甲基-D-天冬氨酸(NMDA)相对表达水平。采用SPSS和GraphPad Prism进行统计分析。结果:(1)培养的海马神经元细胞4h后贴壁明显,少数细胞开始长出1-2个突起,细胞折光性比较强,未见明显细胞核。神经元细胞接种24h后大多数细胞已贴壁,细胞呈圆形或椭圆形且周围有光晕,单个均匀分布,可见有3个突起或多突起的神经元。培养3d后神经元突起增多并变长,胞体变大,细胞聚集成团,可见突起连接成稀疏的网状结构。5d后神经元胞体成叁角形、圆形或多边形,突起形成较密集的网络。7d后神经元生长良好,胞体清晰,突起增粗形成致密的神经网络。对培养5-7d的海马神经元细胞采用神经元特异性标志物Map-2和细胞核DAP I染色后在倒置荧光显微镜采用不同激发波长观察,可见绿色神经元突起和胞体以及蓝色荧光的细胞核,两图重迭后可计算神经元所占比例,计算阳性细胞比例在90%以上。(2)IH组和对照组相比较,IH组HMGB1 mRNA相对表达量是对照组的3.203倍,IH组HMGB1 mRNA表达水平明显增高(P<0.05)。IH组暴露后继续培养不同时间各组之间HMGB1mRNA相对表达水平差异明显(P<0.05),其中4H mRNA相对表达量水平最高。约为对照组的8.142倍(P<0.0001),2h HMGB1表达约为对照组的2.836倍(P<0.05),6h约为对照组的0.669倍,与对照组相比表达量减少(P<0.01),8h约为对照组的0.338倍,与对照组相比表达量减少(P<0.01)。与2H相对表达水平相比,4H表达量明显增多(P<0.05);6H与2H相比,6H相对表达水平增加(P<0.05);8H与2H相比,8H相对表达水平增高(P<0.05);6H与4H相比,6H相对表达水平明显增高(P<0.05);8H与4H相比,8H相对表达水平增高(P<0.05)。(3)IH组暴露后继续培养不同时间各组之间NMDA mRNA相对表达水平差异明显(P<0.05),随着正常氧培养时间的延长,各组NMDA mRNA相对表达水平逐渐增高(P<0.05)。2h与对照组相比相对表达水平明显升高(P<0.01),4h与对照组相比相对表达量增加(P<0.001),6h与对照组相比表达水平明显增加,8h与对照组相比表达量增加(P<0.001)。(4)IH组暴露后继续培养不同时间海马神经元细胞内HMGB1蛋白表达水平差异明显(P<0.05),与对照组相比4h蛋白表达水平最高,2h蛋白表达与对照组相比增加,6h蛋白表达水平较对照组相比明显减少,8h蛋白表达水平与对照组相比明显降低。IH组暴露后继续培养不同时间海马神经元细胞内NMDA蛋白表达水平存在明显差异(P<0.05),随着暴露后常氧培养时间延长,海马神经元细胞内NMDA蛋白表达明显增多。8h海马神经元细胞表达NMDA蛋白量最多。结论:神经炎症在OSA IH引起的神经认知功能障碍中发挥重要作用,IH可引起神经炎症因子HMGB1表达。说明神经炎症和损伤的神经元之间形成恶性循环,对神经元造成“二次打击”。即使IH暴露撤除神经元的损伤也持续存在。濒临死亡的神经元持续释放HMGB1对于形成和维持这个恶性循环有重要意义。即使始动因素IH停止后,炎性损伤还能继续。IH可以引起神经炎症,但IH不是维持神经炎症的必须条件。随着炎症持续时间延长,因子HMGB1分泌减少,但NMDA明显增多,表明可能HMGB1和NMDA可能发挥协同作用,引起神经元凋亡和功能障碍。(本文来源于《天津医科大学》期刊2017-05-01）
张楠,熊文雯,邢媛,张炜[8]（2017）在《大鼠海马神经元及星形胶质细胞的体外培养》一文中研究指出目的:改进大鼠海马神经元、星形胶质细胞及两者混合状态的体外培养方法,获得高纯度的海马神经细胞。方法:选取孕期18~20 d的SD大鼠胎鼠作为原代海马细胞培养的材料来源。断头后于冰板上剥离双侧海马,去除表面血管及薄膜,利用眼科剪分离为小块。随后使用冷平衡盐溶液洗涤3次,将海马组织碎块移入酶消化液中。本方法选择Accutase和0.1%DNase作为酶消化液,37℃消化15 min,期间轻柔振动。使用冷平衡盐溶液洗涤3次,终止消化。0.1%DNase加入Neurobasal和B-27的混合液对消化后的海马组织碎块进行轻柔吹打,获得单细胞悬液。将悬液过200目筛,进行细胞计数。将过筛的单细胞悬液移入DMEM培养基(DMEM+10%胎牛血清)中,按照每平方厘米2.5×104的细胞密度进行接种。经PDL孵育的塑料片置于培养基底部。细胞于37℃、5%CO2培养箱内培养。4 h后,依据所需细胞种类的不同,更换相应培养基。海马神经细胞于培养后7~10 d可用于实验。结果:通过本方法可得到高纯度的大鼠海马神经细胞,且根据实验需求,通过更换培养基,可得到纯神经元、纯胶质细胞及两者混合的叁种培养状态。培养的神经元及星形胶质细胞纯度均>98%。结论:该文在传统海马神经细胞体外培养方法基础上,进一步降低了实验操作难度,方法稳定有效。(本文来源于《神经药理学报》期刊2017年01期）
徐明,张明,张兴国,李侠,白金[9]（2017）在《高温对体外培养海马神经元细胞的影响及细胞凋亡机制研究》一文中研究指出目的 :研究不同温度对体外培养海马神经元细胞的影响及其机制。方法 :取出生1~3天的SD幼鼠海马神经细胞体外培养,分为37℃和42℃2组,分别孵育12h和24h。利用CCK8、TUNEL分析、Western blot等技术,观察12h和24h时海马神经细胞存活率及凋亡细胞数,以及Bcl-2、Bax和cleaved-caspase3蛋白表达。结果 :与37℃组相比、42℃组海马神经元细胞存活率下降,凋亡阳性细胞数明显增加,并随着时间延长凋亡阳性细胞数增多。42℃组中,神经元细胞Bcl-2表达减弱,Bax、cleaved-caspase3表达增强,上述指标与37℃组同时点比较,差异均有统计学意义(P<0.05)。结论 :高温可以诱导体外培养海马神经元细胞凋亡,可能通过PI3K/Akt信号传导通路诱导神经细胞凋亡。(本文来源于《现代仪器与医疗》期刊2017年01期）
苗宗宁,吴卫江,钱寒光,赵基栋[10]（2016）在《新生大鼠海马神经干细胞的分离培养及分化研究》一文中研究指出研究新生大鼠海马区脑组织中神经干细胞体外培养方法,为治疗神经系统疾病寻找合适的细胞来源。取新生SD大鼠的海马区脑组织,采用accutase结合机械分离法获取神经干细胞,在含有B-27、碱性成纤维生长因子和表皮生长因子的DMEM/F12无血清培养液中培养;Accutase酶消化后传代培养,取第3代细胞行抗巢蛋白免疫荧光染色鉴定并以含10%胎牛血清培养液诱导分化,神经元特异烯醇化酶和胶质纤维酸性蛋白免疫荧光染色检测NSCs向神经元及胶质细胞分化的能力。分离的新生大鼠海马区脑组织中细胞,在无血清培养液中形成大量的神经球,部分神经球出现融合及贴壁分化现象,细胞呈典型NSCs形态。经巢蛋白染色鉴定,大部分为阳性细胞。神经细胞球经含有胎牛血清培养液培养后,可分化为神经元特异烯醇化酶和胶质纤维酸性蛋白表达阳性的细胞。从新生大鼠海马组织分离培养的NSCs具有自我更新和增殖能力,在含胎牛血清培养液中具有向神经元和神经胶质细胞分化的潜能。(本文来源于《生物医学工程研究》期刊2016年04期）
海马细胞培养论文开题报告
（1）论文研究背景及目的
此处内容要求：
首先简单简介论文所研究问题的基本概念和背景，再而简单明了地指出论文所要研究解决的具体问题，并提出你的论文准备的观点或解决方法。
写法范例：
目的:探讨在海马神经元和小胶质细胞共培养体系中转化生长因子-β1(TGF-β1)对β淀粉样肽_(1-42)(Aβ_(1-42))诱导的小胶质细胞激活表达和分泌细胞因子的影响。方法:将大鼠海马神经元和小胶质细胞进行共同培养,于共同培养后第5日,加入TGF-β1(5 or 20 ng/ml),1 h后加入Aβ_(1-42)(5μmol/L),继续培养72 h后用于后续实验,Western blot法检测诱导型一氧化氮合酶(i NOS)的蛋白表达; Real-time PCR和ELISA法检测肿瘤坏死因子-α(TNF-α)、白介素-1β(IL-1β)和胰岛素样生长因子(IGF-1)的mRNA表达和分泌。结果:在共同培养的海马神经元与小胶质细胞体系中,Aβ_(1-42)诱导炎症因子i NOS、TNF-α和IL-1β的表达和/或分泌上调,神经营养因子IGF-1表达下调,TGF-β1预处理削弱上述Aβ_(1-42)的作用。结论:TGF-β1明显抑制Aβ_(1-42)诱导的小胶质细胞激活引起的炎性细胞因子的增加和神经营养因子的减少。
（2）本文研究方法
调查法：该方法是有目的、有系统的搜集有关研究对象的具体信息。
观察法：用自己的感官和辅助工具直接观察研究对象从而得到有关信息。
实验法：通过主支变革、控制研究对象来发现与确认事物间的因果关系。
文献研究法：通过调查文献来获得资料，从而全面的、正确的了解掌握研究方法。
实证研究法：依据现有的科学理论和实践的需要提出设计。
定性分析法：对研究对象进行“质”的方面的研究，这个方法需要计算的数据较少。
定量分析法：通过具体的数字，使人们对研究对象的认识进一步精确化。
跨学科研究法：运用多学科的理论、方法和成果从整体上对某一课题进行研究。
功能分析法：这是社会科学用来分析社会现象的一种方法，从某一功能出发研究多个方面的影响。
模拟法：通过创设一个与原型相似的模型来间接研究原型某种特性的一种形容方法。
海马细胞培养论文参考文献
[1].郝雨蒙,冯玛莉.海马神经元细胞培养及神经源性中药保护作用的研究进展[J].世界最新医学信息文摘.2019
[2].方小霞,周易,孙高林,邱一华,彭聿平.TGF-β1对Aβ_(1-42)诱导海马神经元-小胶质细胞共培养体系中细胞因子表达和分泌的影响[J].中国应用生理学杂志.2018
[3].胡玉婷,刘菲,刘静,陶欣荣.贴壁培养法鉴定海马神经干/祖细胞的增殖与分化能力[J].中国组织工程研究.2019
[4].戎萍,马融,任献青,杨常泉,张喜莲.中药复方对无镁诱导培养的发育期大鼠海马神经元细胞活力及其凋亡的影响[J].辽宁中医杂志.2018
[5].刘莎,张玲燕,孙爽,崔鑫,施兵奇.人脐带间充质干细胞条件培养液对Aβ损伤原代海马神经元凋亡的影响[J].河北医药.2018
[6].王平,陈秀.胎鼠海马神经细胞无血清原代培养法及鉴定[J].临床合理用药杂志.2018
[7].孙文文.间歇低氧后常氧培养不同时间胎鼠海马神经元细胞HMGB1和NMDA表达变化[D].天津医科大学.2017
[8].张楠,熊文雯,邢媛,张炜.大鼠海马神经元及星形胶质细胞的体外培养[J].神经药理学报.2017
[9].徐明,张明,张兴国,李侠,白金.高温对体外培养海马神经元细胞的影响及细胞凋亡机制研究[J].现代仪器与医疗.2017
[10].苗宗宁,吴卫江,钱寒光,赵基栋.新生大鼠海马神经干细胞的分离培养及分化研究[J].生物医学工程研究.2016