邓均[1]2003年在《K562细胞对BMSCs生长特性及造血负调因子分泌影响的实验研究》文中认为目的：研究K562白血病细胞在与BMSCs（Bone marrow stromal cells）接触和隔离培养条件下对其增殖及造血负调因子表达的影响，以阐明白血病细胞与BMSCs相互作用中，白血病细胞对BMSC生物学特性及BMSCs对白血病细胞增殖特性的影响。方法：1、研究对象：正常骨髓标本共9例和CML病人骨髓标本共15例分别来源于西南医院和新桥医院血液内科实验室志愿者。2、实验材料：K562细胞株来自第叁军医大学分子遗传教研室。隔离培养器自制。3实验方法：（1）细胞培养：正常BMSCs在第10d，慢粒BMSCs在第15天出现集落间融合，加入K562与BMSCs直接接触与用隔离膜两种方式培养，为时相点开始记时点。（2）、实验分组：分为慢粒（6例标本）和正常BMSCs（3例标本）两大组：每大组又分对照组：细胞单独培养组；隔离培养组；接触培养组。（3）、检测方法：以培养第2d、4d、7d、12d为检测时相点，用显微镜观察BMSCs及K562生长增殖情况；用ELISA法检测培养上清的TGF-β1及MIP-1α含量；原位杂交法检测BMSCs中MIP-1α及TGF-β1mRNA的表达；TUNEL法检测BMSCs与K562细胞的凋亡；用流式细胞仪检测BMSCs周期的时相点有所不同，分别在培养后第2d、3d、5d、7d检测。结果：1、隔离培养时K562对正常BMSCs的影响（1）对BMSCs生长的影响：对照组在各个时相点细胞数量没有显着变化，与K562隔离培养BMSCs在第12d时数量才显着减少。（2）BMSCs分泌TGF-β1、MIP-1α的变化：对照组TGF-β1、MIP-1α水平在各时相点无显著变化，隔离培养时TGF-β1水平升高到第4d达到最高，与对照组和K562的累计值有显着差异，而MIP-1α水平升高到4d与对照组显着差异（P<0.01），以后各时相点间无显着差异。（3）BMSCs内TGF-β1 mRNA、MIP-1αmRNA表达变化：隔离培养TGF-β1 mRNA、MIP-1αmRNA阳性率升高到第4d，与相应对照组有显着差异（P<0.01）。（4）BMSCs周期的变化：隔离培养第3d、第7d BMSCs G2期显着高于对照组（P<0.05），第5d与对照组有非常显着差异（P<0.01）。（5）BMSCs凋亡的变化：隔离培养时BMSCs凋亡与对照组没有显着差异。2、隔离培养时K562对慢粒BMSCs 的影响（1）对慢粒BMSCs生长的影响：与K562培养前，慢粒BMSCs的集落形成时间和集落融合时间明显晚于正常BMSCs。加入K562<WP=8>后，对照组在第12d时相点时细胞数量显着减少，隔离培养BMSCs也在第12d时数量显着减少。（2）慢粒BMSCs分泌TGF-β1、MIP-1α的变化：对照组TGF-β1、MIP-1α水平在各时相点无显著变化，隔离培养时TGF-β1水平升高到第4d达到最高，而MIP-1α水平升高到4d有显着差异（P<0.01），以后各时相点间无显着差异。（3）慢粒BMSCs内TGF-β1 mRNA、MIP-1αmRNA表达变化：隔离培养TGF-β1 mRNA、MIP-1αmRNA阳性率升高到第4d以后与对照组有显着差异（P<0.01）。（4）慢粒BMSCs周期的变化：隔离培养BMSCs G2期在第2d后就非常显着的高于对照组（P<0.01）。（5）BMSCs凋亡的变化：隔离培养第4d以后慢粒BMSCs凋亡就显着高于对照组（P<0.01）。3、接触培养K562对正常BMSCs 的影响（1）对BMSCs生长的影响：接触培养BMSCs也在第12d数量才显着减少，比隔离培养时减少更明显。（2）BMSCs分泌TGF-β1、MIP-1α的变化：接触培养时TGF-β1、MIP-1α水平都是逐渐升高, TGF-β1水平在第4d后与对照组和K562累计值有显着差异（P<0.01）。MIP-1α水平在第4d后与对照组有显着差异（P<0.01）。（3）BMSCs内TGF-β1 mRNA、MIP-1αmRNA表达变化：接触培养TGF-β1 mRNA 、MIP-1αmRNA阳性率逐渐升高，第4d后显着高于对照组（P<0.01）（4）BMSCs凋亡的变化：接触培养时BMSCs的凋亡在第4d以后就显着高于对照组（P<0.01）。4、接触培养K562对慢粒BMSCs 的影响（1）对慢粒BMSCs生长的影响：接触培养BMSCs在第7d时细胞数量显着减少，在第12d 时数量更显着减少。（2）慢粒BMSCs分泌TGF-β1、MIP-1α的变化：接触培养时TGF-β1、MIP-1α水平都是逐渐升高, TGF-β1水平在第4d后与对照组和K562累计值有显着差异（P<0.01）。MIP-1α水平在第4d后与对照组有显着差异（P<0.01）。（3）慢粒BMSCs内TGF-β1 mRNA、MIP-1αmRNA表达变化：接触培养TGF-β1 mRNA 、MIP-1αmRNA阳性率逐渐升高，第4d时显着高于对照组（P<0.01）（4）BMSCs凋亡的变化：接触培养时BMSCs的凋亡在第4d以后就显着高于对照组（P<0.01），在第7天达到最高。5、BMSCs对K562增殖与凋亡的影响（1）K562细胞增殖变化：各组培养中K562随时间而快速生长，在慢粒接触培养组中K562生长最快。第7d以后接触培养中的K562细胞生长显着快于隔离培养（P<0.05）。K562与慢粒BMSCs培养时，生长快于与正常 BMSCs培养，第4d以后有显着性差异（P<0.05）。（2）K562细胞凋亡的变化：与正常BMSCs培养时，其凋亡显着减少，隔离培养在第7d后有显着差异（P<0.05），接触培养在第4d就有显着差异（P<0.05）。K562细胞与慢粒BMSCs培养时，凋亡减少就更明显，隔离培养在第4d后有非常显着差异（P<0.01），接触培养时在第2d后就有非常显着差异（P<0.01）。结论：1、K562细胞可上调正常和慢粒BMSCs TGF-β1和MIP-1α的表达，造成正常造血的抑制，从而间接促进了K562
邓均, 蒲晓允, 张春雷, 李招权, 黄辉[2]2004年在《K562细胞影响BMSCs生长及MIP-1α表达的实验研究》文中进行了进一步梳理目的 研究K5 62细胞在与正常骨髓基质细胞 (bonemarrowstromalcells ,BMSCs)接触和隔离培养条件下对BMSCs生长特性及造血负调因子MIP 1α表达的影响。方法 加入K5 62细胞与BMSCs直接接触与用隔离膜两种方式培养 ,第 2、4、7、12天观察BMSCs生长增殖情况 ;检测培养上清的MIP 1α含量和BMSCs中MIP 1αmRNA的表达 ;TUNEL法检测BMSCs的凋亡。结果 加入K5 62细胞培养后BMSCs在第 12天时数量显着减少 ;接触培养BMSCs的凋亡在第 4天后显着高于对照组 (P <0 .0 1) ;MIP 1α水平升高到 4d与对照组有显着差异 (P <0 .0 1) ;BMSCs胞浆MIP 1αmRNA阳性率升高到第4天后与对照组有显着差异 (P <0 .0 1)。结论 K5 62细胞可抑制正常BMSCs生长 ,促进其凋亡 ,上调其MIP 1α的表达 ,可能是造成正常造血的抑制和白血病细胞导致造血微环境损伤的主要原因之一。
李丹妮[3]2013年在《藏红花素对急性白血病患儿骨髓间充质干细胞增殖及功能的影响》文中研究说明目的研究化疗及不同浓度藏红花素对急性白血病患儿骨髓间充质干细胞(BMSCs)增殖及功能的影响。方法收集正常儿童,新发急性白血病患儿,化疗6个月及化疗1年后的急性白血病患儿骨髓各10例,全骨髓法培养出BMSCs,分别设为正常对照组(A),实验组分为新发组(B),化疗6月组(C)及化疗12月组(D),并通过流式细胞仪测定细胞表面标记分子CD44、CD105、CD29、CD73、CD34、CD45及HLA-DR的表达率,进行BMSCs鉴定。用含不同浓度藏红花素(0、0.3125mg/ml、0.625mg/m1、1.25mg/ml及2.5mg/ml)的低糖DMEM (L-DMEM)培养液分别培养各组BMSCs48h、72h及96h。倒置显微镜观察各组BMSCs形态及增殖情况；MTT法检测经不同浓度藏红花素、不同时间作用后的各组BMSCs增殖率;ELISA法测定作用96小时后各组细胞上清液干细胞因子(SCF)及肿瘤坏死因子-α(TNF-α)的水平。结果1.BMSCs膜抗原表达：各组均有99.5%以上细胞表面表达CD44、CD105、CD29及CD73,而表达CD34、CD45及HLA-DR的细胞均低于2%。2.BMSCs形态学变化：A组BMSCs形态规则,呈集落样或“结网样”迅速增殖,B组BMSCs形态较规则,但增殖速度明显低于正常对照组：C及D组BMSCs形态不规则,增殖速度明显低于A组。3.BMSCs增殖活性：实验各组BMSCs在藏红花素作用前培养48h、72h、96h后所测得0D值均低于A组0D值,差异有统计学意义(p<0.05),培养72h及96h后,D组0D值明显低于C组0D值,差异有统计学意义,(p<0.05)；加入不同浓度藏红花素培养96h后,BMSCs增殖率均明显提高(F值分别为19.85、5.42、9.31、9.58；p<0.05),当藏红花浓度从0.3125mg/ml-1.25mg/ml时,增殖率逐渐增加,以藏红花素浓度为1.25mg/ml时的增殖率最高,与其他各组比较均有显着性差异(p<0.05),当藏红花素浓度升高至2.5mg/ml时,各组细胞增殖率反而下降。4.BMSCs产生SCF及TNF-α水平：B组细胞产生SCF及TNF-α水平较A明显升高(p<0.05),C及D组明显低于B组(p均<0.05),D组明显低于C组(p<0.05),但C组TNF-α水平仍显著高于A组(p<0.05)。藏红花素作用后,A组细胞上清液中SCF水平明显下降(F=25.49;p<0.05),以1.25mg/ml浓度组最低；C及D组经藏红花素作用后,上清液SCF水平明显升高(F=4.69,17.46；p<0.05),以1.25mg/ml组最高,而A及C组经浓度为0.625mg/ml及1.25mg/ml藏红花素作用后,上清液中TNF-α水平明显下降(F=5.58,6.12；p<0.05),亦以1.25mg/ml浓度组下降最明显。结论1.急性白血病患儿治疗前BMSCs勺形态及细胞表型与正常BMSCs无明显差异,但其增殖活性明显降低,产生SCF及TNF-α水平异常增高,提示急性白血病患儿骨髓发生了造血微环境的紊乱。2.化疗6月后急性白血病患儿BMSCs占壁较前缓慢,形态不规则,增殖活性及产生SCF及TNF-α水平均明显降低,提示化疗可损伤BMSCs的形态、增殖活性及功能。3.化疗12月后急性白血病患儿BMSCs增殖活性及产生SCF及TNF-α水平均较化疗6月后明显减低,提示化疗强度越大,对BMSCs的损伤越明显。4.治疗前急性白血病患儿BMSCs经藏红花素作用后,增殖活性无明显改变,但产生SCF及TNF-α水平较前明显降低,提示藏红花素可调节急性白血病患儿造血微环境紊乱。5.化疗6月后急性白血病患儿BMSCs经藏红花素作用后产生TNF-α的水平明显降低,提示藏红花素可减轻造血抑制。6.化疗6月及12月后急性白血病患儿BMSCs经藏红花素作用后其增殖活性及产生SCF的水平明显升高,提示藏红花素可促进化疗后受损的BMSCs增殖活性及功能的恢复。
参考文献：
[1]. K562细胞对BMSCs生长特性及造血负调因子分泌影响的实验研究[D]. 邓均. 第叁军医大学. 2003
[2]. K562细胞影响BMSCs生长及MIP-1α表达的实验研究[J]. 邓均, 蒲晓允, 张春雷, 李招权, 黄辉. 第叁军医大学学报. 2004
[3]. 藏红花素对急性白血病患儿骨髓间充质干细胞增殖及功能的影响[D]. 李丹妮. 青岛大学. 2013